¿La edición genética se queda atascada tras la puerta celular? Un cribado de todo el genoma identifica seis barreras para la administración no viral

Aunque un editor genético sea preciso, primero debe atravesar la membrana celular, escapar de las vesículas intracelulares y llegar al núcleo para tener la oportunidad de reescribir el ADN. Este recorrido limita especialmente la eficacia de vehículos no virales, como las nanopartículas lipídicas, en tejidos difíciles de tratar, entre ellos la retina y el tejido nervioso. Un estudio publicado en «Nature Communications», en lugar de seguir modificando el propio vehículo, adoptó el enfoque inverso y buscó los factores celulares que bloquean al editor.

El equipo de investigación estableció un cribado de inactivación CRISPR de todo el genoma en células humanas HEK293, que abarcó 19.114 genes y más de 200 millones de células. Su diseño permitió identificar el ARN guía y el resultado de la edición a partir de la misma lectura de secuenciación, lo que hizo posible determinar, dentro de una enorme población celular mixta, qué genes, al ser alterados, facilitaban que la Cas9 administrada por medios no virales completara la edición. El análisis inicial arrojó 26 genes candidatos que, tras ser validados con diferentes objetivos, cargas y métodos de administración, se redujeron a seis factores restrictivos de alta confianza: BET1L, MS4A13, RBM44, SLCO1C1, GJB2 y ZNF584.

Los experimentos mostraron que, cuando Cas9 se introducía en las células mediante formulaciones lipídicas o nanopartículas lipídicas, la inactivación de estos genes podía aumentar considerablemente los resultados de edición; sin embargo, al emplear electroporación, que evita la membrana celular y la vía endocítica, la mayoría de las mejoras desaparecía. Los análisis de imagen también revelaron una mayor acumulación de señal de Cas9 en el núcleo de algunas células con genes inactivados. Estos resultados respaldan que los seis factores afectan principalmente a la captación celular, el transporte intracelular o la liberación, y no simplemente a la reparación del ADN; no obstante, BET1L también podría estar implicado en procesos nucleares, y el mecanismo exacto aún no se ha aclarado por completo.

Los investigadores realizaron pruebas adicionales con GJB2 y BET1L. En un modelo celular portador de una mutación patogénica en KCNJ13, tras administrar un editor de bases de adenina mediante nanopartículas lipídicas, la inactivación de GJB2 aumentó 6,7 veces la conversión de la base objetivo, hasta un máximo aproximado del 19,3%; la inactivación de BET1L la aumentó 5 veces, hasta aproximadamente el 14,5%, mientras que las mutaciones por inserción o deleción se mantuvieron por debajo del 0,3%. Los efectos de ambos factores también aparecieron en otro modelo de edición de bases de citosina, lo que indica que la mejora podría no limitarse a un único editor o locus.

Para una validación más próxima al contexto de la enfermedad, se utilizaron células del epitelio pigmentario de la retina diferenciadas a partir de células madre pluripotentes inducidas de un paciente y portadoras de la mutación KCNJ13 W53X. Tras reducir GJB2 o BET1L, la eficiencia de la edición de bases aumentó más de 3,5 veces, y algunas células corregidas recuperaron la función del canal de potasio Kir7.1. Esto hace avanzar las señales de cribado descritas en los primeros preprints y resúmenes de congresos hasta aportar evidencia revisada por pares en células derivadas de pacientes y con una lectura funcional; sin embargo, sigue siendo un estudio in vitro y aún no se ha demostrado que pueda administrarse de forma segura en la retina in vivo ni mejorar la visión.

El verdadero desafío para su aplicación clínica es que estas «barreras» también desempeñan funciones fisiológicas normales. GJB2 es muy importante para la audición y el desarrollo de la piel, por lo que su desactivación permanente o sistémica podría causar daños. Por ello, la estrategia planteada por el equipo de investigación no consiste en volver a editar estos genes de forma permanente, sino en reducir temporalmente su actividad mediante siRNA, interferencia CRISPR o moléculas pequeñas para abrir una ventana temporal limitada al editor terapéutico. Aún deberá determinarse en modelos animales y estudios toxicológicos posteriores si esta doble administración puede controlar el lugar de acción, la duración, la respuesta inmunitaria y la edición fuera del objetivo.